Rinata писал(а):микроорганизмами, которые впитывают в себя энергию
Мелькала как то статья, о взаимодействии генома живой культуры бактерий с днк неактивных, т.е. мёртвых бактерий в лабораторных условиях. Никак не могу найти.
Но нашёл другую: Речь идёт о так называемом горизонтальном переносе
Natural Transformation of Acinetobactersp. Strain BD413 with Cell Lysates of Acinetobacter sp.,Pseudomonas fluorescens, and Burkholderia cepaciain Soil Microcosms
Для изучения биологической значимости мертвых бактериальных клеток в почве к внутри- и межвидовой передачи фрагментов гена путем естественного преобразования, мы взяли, чувствительный к канамицину штамм BD413 (pFG4) реципиента Acinetobacter sp., а в качестве донора использовали лизат бактерий Acinetobacter sp., Seudomonas fluorescens и Burkholderia cepacia.
Обнаруженный горизонтальный перенос генов способствует рекомбинации частично (317 bp) удалённого гена устойчивости к канамицину у бактерии-реципиента.
Исследование показало значительный потенциал таких источников ДНК (лизатов мёртвых бактерий в почве) к изменению реципиента Acinetobacter sp. находящихся, как в стерильной так и нестерильной почве.
Термообработанные (80 ° С, 15 мин) клеточные лизаты были способны трансформировать штамм BD413 после 4 дней инкубации в стерильной почве и до 8 ч в нестерильной.
Эффективность модификации, полученные in vitro с различными лизатами, были аналогичны или даже превышены, по отношению к полученными при применении стандартно чистой ДНК.
Наличие остатков клеток не ингибирует распад в почве, однако различный мусор может защитить ДНК от быстрой биологической инактивации.
Таким образом, эффективный механизм естественной трансформации штамма Acinetobacter sp. обеспечивает доступ к генетической информации различных видов бактерий в почве. Общепринятый относительно короткий срок биологической активности (например, преобразующей деятельности) хромосомной ДНК в почве контрастируется с ранними исследованиями о долгосрочной физической стабильности ДНК, когда найденные фракции хранились в течение нескольких недель в почве. Таким образом, есть, кажется, четкое различие между физической и функциональной значимости хромосомной ДНК в почве.
Горизонтальный перенос генов может быть важным механизмом бактериальной адаптации к меняющимся условиям (14, 23). Молекулярные исследования показали, что многие хромосомные гены бактерий имеют мозаичную структуру (2, 5, 15, 19), предположительно в результате рекомбинации с ДНК из гетерологичных источников (10, 30, 31).
Механизмы, вызывающие эти модели, однако, малоизученны. Естественное преобразование обеспечивает механизм передачи гена, который позволяет бактериям генерировать генетическую изменчивость по "пробам" ДНК, присутствующей в их среде обитания.
Тем не менее, было показано только несколько случаев передачи межвидовых хромосомных генов между экологическими изолятами, происходящих от естественной трансформации.
Например, Majewski и Cohan (28) исследовали барьеры, защищающие передачу чужого гена, кодируемого устойчивость к антибиотикам в Bacillus видов in vitro, и Juni (18) докладывали о реклассификации 265 различных штаммов рода Acinetobacter после исследований их связанности на основе естественной трансформации ауксотрофного штамма вида Acinetobacter , полученного in vitro.
Кроме того, данные о передаче генетического материала между бактериальными родами естественным преобразования недостаточны. Juni (18) сообщили, что штаммы из родов, таких как Alcaligenes, Bacillus, Escherichia, Haemophilus, Pseudomonas, Rhizobium, Serratia, и Streptococcuswere не способны превратить ауксотрофного реципиента Acinetobacter в прототрофного in vitro.
В дополнение к барьеру, порожденного возрастающей дивергенцией, существуют ограничения межвидового переноса генов на многих этапах в почве (33,36). Могут существовать различные клеточные защиты, такие как закреплённые на бактериальной клеточной оболочке ДНК...
...Учитывая большое число бактериальных клеток в почве (10^9 до 10^10 бактерий на грамм почвы), мертвые бактерии потенциально могут вносить существенный вклад в генофонд хромосомной ДНК в этой среде.
Received 30 July 1999.
Accepted 20 October 1999.
References↵ Alvarez A. J., Khanna M., Toranzos G. A., Stotzky G. (1998) Amplification of DNA bound on clay minerals. Mol. Ecol. 7:775–778. CrossRefGoogle Scholar
↵ Barcus V. A., Titheradge A. J. B., Murray N. E. (1995) The diversity of alleles at the hsd locus in natural populations of Escherichia coli. Genetics 140:1187–1197. Abstract/FREE Full Text
↵ Baumann P. (1968) Isolation of Acinetobacter from soil and water. J. Bacteriol. 96:39–42. Abstract/FREE Full Text
↵ Bevivino A., Sarrocco S., Dalmastri C., Tabacchioni S., Cantale C., Chiarini L. (1998) Characterization of a free-living maize-rhizosphere population of Burkholderia cepacia: effect of seed treatment on disease suppression and growth promotion of maize. FEMS Microbiol. Ecol. 27:225–237. CrossRefGoogle Scholar
↵ Bowler L. D., Zhang Q.-Y., Riou J.-Y., Spratt B. G. (1994) Interspecies recombination between the penA genes of Neisseria meningitis and commensal Neisseria species during the emergence of penicillin resistance in N. meningitis: natural events and laboratory simulations. J. Bacteriol. 176:333–337. Abstract/FREE Full Text
↵ Catlin B. W. (1960) Transformation of Neisseria meningitidis by deoxyribonucleates from cells and from culture slime. J. Bacteriol. 79:579–590. FREE Full Text
↵ Crecchio C., Stotzky G. (1998) Binding of DNA on humic acids: effect on transformation of Bacillus subtilis and resistance to DNase. Soil Biol. Biochem. 30:1061–1067. CrossRefGoogle Scholar
↵ De Vries J., Wackernagel W. (1998) Detection of nptII (kanamycin resistance) genes in genomes of transgenic plants by marker-rescue transformation. Mol. Gen. Genet. 257:606–613. CrossRefMedlineGoogle Scholar
↵ England L. S., Lee H., Trevors J. (1997) Persistence of Pseudomonas aureofaciens strains and DNA in soil. Soil Biol. Biochem. 29:1521–1527. CrossRefGoogle Scholar
↵ Feil E., Zhou J., Maynard Smith J., Spratt B. G. (1996) A comparison of the nucleotide sequences of the adk and recA genes of pathogenic and commensal Neisseria species: evidence for extensive interspecies recombination within adk. J. Mol. Evol. 43:631–640. CrossRefMedlineGoogle Scholar
↵ Gallori E., Bazzicalupo M., Dal Canto L., Nannipieri P., Vettori C., Stotzky G. (1994) Transformation of Bacillus subtilis by DNA bound on clay in non-sterile soil. FEMS Microbiol. Ecol. 15:119–126. Google Scholar
↵ Gebhard F., Smalla K. (1998) Transformation of Acinetobacter sp. strain BD413 by transgenic sugar beet DNA. Appl. Environ. Microbiol. 64:1550–1554. Abstract/FREE Full Text
↵ Graham J. B., Istock C. A. (1978) Genetic exchange in Bacillus subtilis in soil. Mol. Gen. Genet. 166:287–290. MedlineGoogle Scholar
↵ Graham J. B., Istock C. A. (1979) Gene exchange and natural selection cause Bacillus subtilis to evolve in soil culture. Science 204:637–639. Abstract/FREE Full Text
↵ Guttman D. S., Dykhuizen D. E. (1994) Clonal divergence in Escherichia coli as a result of recombination, not mutation. Science 266:1380–1383. Abstract/FREE Full Text
↵ Herrero M., De Lorenzo V., Timmis K. N. (1990) Transposon vectors containing non-antibiotic resistance selection markers for cloning and stable chromosomal insertion of foreign genes in gram-negative bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 172:6557–6567. Google Scholar
↵ Hofmann D. A., Brian D. A. (1991) Sequencing PCR DNA amplified directly from a bacterial colony. BioTechniques 11:30–31. MedlineGoogle Scholar
↵ Juni E. (1972) Interspecies transformation of Acinetobacter: genetic evidence for a ubiquitous genus. J. Bacteriol. 112:917–931. Abstract/FREE Full Text
↵ Kapur V., Kanjilal S., Hamrick M. R., Li L.-L., Whittam T. S., Sawyer S. A., Musser J. M. (1995) Molecular population genetic analysis of the streptokinase gene of Streptococcus pyogenes: mosaic alleles generated by recombination. Mol. Microbiol. 16:509–519. CrossRefMedlineGoogle Scholar
↵ Kloos D.-U., Stratz M., Guttler A., Steffan R. J., Timmis K. N. (1994) Inducible cell lysis system for the study of natural transformation and environmental fate of DNA released by cell death. J. Bacteriol. 176:7352–7361. Abstract/FREE Full Text
↵ Kok R. G., D'Argeno D. A., Ornston L. N. (1997) Combining localized PCR mutagenesis and natural transformation in direct genetic analysis of a transcriptional regulator gene, pobR. J. Bacteriol. 179:4270–4276. Abstract/FREE Full Text
↵ Lambert B., Leyns F., van Rooyen L., Gossele F., Papon Y., Swings J. (1987) Rhizobacteria of maize and their antifungal activities. Appl. Environ. Microbiol. 53:1866–1871. Abstract/FREE Full Text
↵ Lawrence J. G., Ochman H. (1998) Molecular archeology of the Escherichia coli genome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95:9413–9417. Abstract/FREE Full Text
↵ Lee G.-H., Stotzky G. (1990) Transformation is a mechanism of gene transfer in soil. Korean J. Microbiol. 28:210–218. Google Scholar
↵ Lorenz M. G., Gerjets D., Wackernagel W. (1991) Release of transforming plasmid and chromosomal DNA from two cultured soil bacteria. Arch. Microbiol. 156:319–326. CrossRefMedlineGoogle Scholar
↵ Lorenz M. G., Wackernagel W. (1994) Bacterial gene transfer by natural genetic transformation in the environment. Microbiol. Rev. 58:563–602. Abstract/FREE Full Text
↵ Lorenz M. G., Wackernagel W. (1996) Mechanisms and consequences of horizontal gene transfer in natural bacterial populations. in Transgenic organisms—biological and social implications. eds Tomiuk J., Wöhrmann K., Sentker A. (Birkhauser Verlag, Basel, Switzerland), pp 45–57. Google Scholar
↵ Majewski J., Cohan F. M. (1998) The effect of mismatch repair and heteroduplex formation on sexual isolation in Bacillus. Genetics 148:13–18. Abstract/FREE Full Text
↵ Matic I., Rayssiguier C., Radman M. (1995) Interspecies gene exchange in bacteria: the role of SOS and mismatch repair systems in evolution of species. Cell 80:507–515. CrossRefMedlineGoogle Scholar
↵ Maynard Smith J., Dowson C. G., Spratt B. G. (1991) Localized sex in bacteria. Nature 349:29–31. CrossRefMedlineGoogle Scholar
↵ Maynard Smith J., Smith N. H., O'Rourke M., Spratt B. G. (1993) How clonal are bacteria? Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90:4384–4388. Abstract/FREE Full Text
↵ Melnikov A., Youngman P. J. (1999) Random mutagenesis by recombinatorial capture of PCR products in Bacillus subtilis and Acinetobacter calcoaceticus. Nucleic Acids Res. 27:1056–1062. Abstract/FREE Full Text
↵ Nielsen K. M. (1998) Barriers to horizontal gene transfer by natural transformation in soil bacteria. APMIS 106 (Suppl. 84) 77–84. Google Scholar
↵ Nielsen K. M., van Weerelt M. D. M., Berg T. N., Bones A. M., Hagler A. N., van Elsas J. D. (1997) Natural transformation and availability of transforming DNA to Acinetobacter calcoaceticus in soil microcosms. Appl. Environ. Microbiol. 63:1945–1952. Abstract/FREE Full Text
↵ Nielsen K. M., Bones A. M., van Elsas J. D. (1997) Induced natural transformation of Acinetobacter calcoaceticus in soil microcosms. Appl. Environ. Microbiol. 63:3972–3977. Abstract/FREE Full Text
↵ Nielsen K. M., Bones A., Smalla K., van Elsas J. D. (1998) Horizontal gene transfer from transgenic plants to terrestrial bacteria—a rare event? FEMS Microbiol. Rev. 22:79–103. Abstract/FREE Full Text
↵ Nijhuis E. H., Maat M. J., Zeegers I. W. E., Waalwijk C., van Veen J. A. (1993) Selection of bacteria suitable for introduction into the rhizosphere of grass. Soil Biol. Biochem. 25:885–895. CrossRefGoogle Scholar
↵ Novitzky J. A. (1986) Degradation of dead microbial biomass in a marine sediment. Appl. Environ. Microbiol. 52:504–509. Abstract/FREE Full Text
↵ Palmen R., Hellingwerf K. J. (1995) Acinetobacter calcoaceticus liberates chromosomal DNA during induction of competence by cell lysis. Curr. Microbiol. 30:7–10. CrossRefMedlineGoogle Scholar
↵ Palmen R., Hellingwerf K. J. (1997) Uptake and processing of DNA by Acinetobacter calcoaceticus. Gene 192:179–190. CrossRefMedlineGoogle Scholar
↵ Palmen R., Vosman B., Buijman P., Breek C. K., Hellingwerf K. J. (1993) Physiological characterization of natural transformation in Acinetobacter calcoaceticus. J. Gen. Microbiol. 139:295–305. Abstract/FREE Full Text
↵ Paul J. H., David A. W. (1989) Production of extracellular nucleic acids by genetically altered bacteria in aquatic-environment microcosms. Appl. Environ. Microbiol. 55:1865–1869. Abstract/FREE Full Text
↵ Recorbet G., Picard C., Normand P., Simonet P. (1993) Kinetics of persistence of chromosomal DNA from genetically engineered Escherichia coli introduced into soil. Appl. Environ. Microbiol. 59:4289–4294. Abstract/FREE Full Text
↵ Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T. (1989) Molecular cloning: laboratory manual. (Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y). Google Scholar
↵ Smit E., van Elsas J. D. (1992) Conjugal gene transfer in the soil environment: new approaches and developments. in Gene transfers and environment. ed Gauthier M. (Springer-Verlag, Berlin, Germany), pp 79–94. Google Scholar
↵ Smit E., Wolters A., van Elsas J. D. (1995) Genetic stability, conjugal transfer and expression of heterologous DNA inserted into different plasmids and the genome of Pseudomonas fluorescens in soil. Rev. Microbiol. 26:169–179. Google Scholar
↵ Strätz M., Mau M., Timmis K. N. (1996) System to study horizontal gene exchange among microorganisms without cultivation of recipients. Mol. Microbiol. 22:207–215. CrossRefMedlineGoogle Scholar
↵ Tebbe C. C., Vahjen W. (1993) Interference of humic acids and DNA extracted directly from soil in detection and transformation of recombinant DNA from bacteria and a yeast. Appl. Environ. Microbiol. 59:2657–2665. Abstract/FREE Full Text
↵ Torsvik V. L., Goksøyr J. (1978) Determination of bacterial DNA in soil. Soil Biol. Biochem. 10:7–12. CrossRefGoogle Scholar
↵ Torsvik V. L., Goksøyr J., Daae F. L. (1990) High diversity of DNA in soil. Appl. Environ. Microbiol. 56:782–787. Abstract/FREE Full Text
↵ Van Elsas J. D., Dijkstra A. F., Govaert J. M., van Veen J. A. (1986) Survival of Pseudomonas fluorescens and Bacillus subtilis introduced into two soils of different texture in field microplots. FEMS Microbiol. Ecol. 38:151–160. CrossRefGoogle Scholar
↵ Van Elsas J. D., Trevors J., Starodub M. E. (1988) Bacterial conjugation between pseudomonads in the rhizosphere of wheat. FEMS Microbiol. Ecol. 53:299–306. Google Scholar
↵ Vulic M., Dionisio F., Taddei F., Radman M. (1997) Molecular keys to speciation: DNA polymorphism and the control of genetic exchange in enterobacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94:9763–9767. Abstract/FREE Full Text
↵ Wilson K. (1987) Preparation of genomic DNA from bacteria. in Current protocols in molecular biology. eds Ausubel F. M., Brent R., Kingston R. E., Moore D. D., Seidman J. G., Smit J. A., Struhl K. (John Wiley & Sons, Inc. New York, N.Y), pp 2.4.1–2.4.4. Google Scholar
Отредактировано tort5 (30.04.2015 17:51:08)